Utilizar as objetivas de 100x com óleo de imersão; limpar as objetivas após o uso com tecido de boa qualidade e produtos próprios.

Sempre remover a lâmina do microscópio com a objetiva de maior aumento em posição centrada.

Ao guardar o microscópio, deixá-lo com a objetiva de pequeno aumento levantada e não centralizada

Pode-se usar óleo de imersão nas objetivas de 10x e 40x; limpar as objetivas com álcool.

Deve-se realizar a imersão completa e rápida da fita em amostra de urina homogeneizada.

Deve-se realizar a imersão completa e por tempo prolongado para uma melhor mistura das reações.

Deve-se eliminar o excesso de urina das bordas da fita após a sua imersão na amostra.

Deve-se aguardar o período de tempo específico para as reações acontecerem antes de se comparar a cor da reação com a tabela de cor do fabricante.

A corrida analítica é rejeitada.

O problema deve ser identificado e a ação corretiva deve ser implementada.

Nova corrida analítica deve ser reiniciada após a correção do problema.

Repetir o ensaio dos controles até eles atenderem as regras de controle de qualidade.

ser livre de microrganismos patogênicos e agentes tóxicos, sendo própria para o consumo humano.

ser livre de microrganismos e pirógenos.

conter uma quantidade mínima de contaminantes: íons, matéria orgânica e microrganismos.

ter origem natural e ser tratada com cloro.

é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação da veia, mas não deve permanecer mais que um minuto, pois pode ocorrer estase localizada, hemoconcentração e infiltração de sangue para os tecidos, alterando o resultado dos exames.

é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação da veia e o enchimento dos tubos, devendo permanecer em todo o período de coleta do sangue.

é empregado para aumentar a pressão intravascular, o que facilita a palpação da veia, mas não deve permanecer mais que 10 minutos após a coleta, pois pode ocorrer hemólise da amostra.

é empregado de forma prolongada para aumentar a pressão intravascular e a estase local, o que ajuda na hemoconcentração e nos resultados dos exames.

leucócitos agregados; para liberar as plaquetas e os leucócitos agregados, pode-se coletar nova amostra em EDTA e realizar o exame em até 6 horas.

agregados plaquetários; para liberar as plaquetas agregadas, pode-se aquecer a amostra a 45 ºC por 55 minutos e processá-la novamente.

leucócitos com plaquetas agregadas; para liberar as plaquetas agregadas, pode-se refazer o esfregaço após 24 horas da coleta.

agregados plaquetários; para liberar as plaquetas agregadas, pode-se aquecer a amostra a 37 ºC por dez minutos e homogeneizá-la por um minuto antes de processá-la novamente.

sem anticoagulante, volume de sangue coletado proporcional ao tamanho do tubo, sem hemólise e entregue no setor analítico em até quatro horas após a coleta.

com EDTA-K2, com homogeneização adequada, volume de sangue coletado proporcional ao tamanho do tubo, sem coágulo e hemólise e entregue no setor analítico até quatro horas após a coleta.

com heparina, com homogeneização adequada, volume de sangue coletado proporcional ao tamanho do tubo, sem coágulo e hemólise e entregue no setor analítico em até quatro horas após a coleta.

com EDTA-K2, com homogeneização adequada, volume de sangue coletado proporcional ao tamanho do tubo, presença de microcoágulos e discreta hemólise, e entregue no setor analítico em até 24 horas após a coleta.

Deve-se coletar primeiro o frasco para hemocultura, em segundo o tubo de citrato de sódio e por último o tubo com ativador de coágulo, com ou sem gel, para obtenção de soro.

Deve-se coletar primeiro o tubo com ativador de coágulo, com ou sem gel, para obtenção de soro, em segundo o frasco para hemocultura, por último o tubo de citrato de sódio.

Deve-se coletar primeiro o tubo com ativador de coágulo, com ou sem gel, para obtenção de soro, em segundo o frasco para hemocultura, por último o tubo de heparina.

Deve-se coletar primeiro o frasco para hemocultura, em segundo o tubo de EDTA e por último o tubo com ativador de coágulo, com ou sem gel, para obtenção de soro.

da cor, do aspecto e da gravidade específica.

da presença de sangue e de bilirrubina.

da proteína e do pH.

de cristais e de bactérias.

Amostras de fezes diarreicas frescas devem ser examinadas até 30 minutos após a coleta.

Amostras pastosas devem ser examinadas até 60 minutos após a coleta.

Amostras de fezes formadas podem ser examinadas no mesmo dia ou no dia seguinte à coleta.

Amostras de fezes formadas coletadas em conservantes como o MIF (mertiolate, iodo e formalina) devem ser examinadas no mesmo dia ou no dia seguinte à coleta.

I, II e IV, apenas.

I e III, apenas.

II e III, apenas.

I, II e III, apenas.

tubos que contenham aditivos devem ser agitados por inversão de forma suave, pelo menos cinco vezes, para homogeneização entre o sangue e o anticoagulante.

tubos devem ser agitados no vórtex, pelo menos cinco minutos, para homogeneização entre o sangue e o anticoagulante.

tubos que contenham aditivos devem ser agitados por inversão de forma suave, uma única vez, para evitar hemólise.

tubos que não contêm aditivos (exceto o soro) devem ser agitados por inversão de forma suave, pelo menos cinco vezes, para homogeneização entre o sangue e os elementos celulares.

Deve-se verificar a completa coagulação do sangue antes da centrifugação.

Deve-se centrifugar a amostra cerca de 30 a 60 minutos após a coleta.

Deve-se observar o uso de anticoagulante pelo paciente, pois a coagulação do sangue pode demorar mais que 60 minutos.

Deve-se centrifugar o sangue imediatamente após a coleta.

o uso de equipamentos de segurança não é necessário, pois o material pode ser manipulado em uma bancada aberta.

deve seguir o processamento recomendado para o trabalho com patógenos do sangue, como o vírus da hepatite B e o HIV.

os acidentes percutâneos e a exposição da pele íntegra aos materiais infecciosos são o maior risco.

as pias para higienização das mãos e as instalações para descontaminação de lixo não são necessárias.

Cabines de segurança biológica são usadas para a contenção de borrifos ou aerossóis infecciosos provocados por inúmeros procedimentos microbiológicos.

As cabines de segurança biológica podem ter diferentes níveis de proteção.

As cabines de segurança biológica classes I e II possuem a frente aberta, por isso não são boas barreiras primárias para a proteção da equipe.

As cabines de segurança biológica classe III são herméticas e impermeáveis aos gases, o que proporciona o mais alto nível de proteção aos funcionários e ao meio ambiente.

As hemácias podem ser avaliadas quanto ao tamanho, à forma, ao conteúdo de hemoglobina, a inclusões e à maturidade.

As hemácias imaturas podem apresentar resquícios de RNA e / ou núcleos no citoplasma, evidenciados na coloração Giemsa, como reticulócitos.

Na contagem diferencial dos leucócitos, deve-se escolher entre dois métodos de observação, o zigue-zague ou o longitudinal, com o objetivo de atenuar possíveis erros.

Na observação do esfregaço de sangue normal, sob imersão, são encontradas de 3 a 5 plaquetas por campo, distribuídas entre hemácias e leucócitos.

1º tubo – heparina; 2º tubo – citrato; 3º tubo – EDTA

1º tubo – EDTA; 2º tubo – citrato; 3º tubo – soro

1º tubo – soro; 2º tubo – heparina; 3º tubo – citrato

1º tubo – citrato; 2º tubo – soro; 3º tubo – EDTA